荧光实时定量 PCR 技术 (real-time quantitative PCR，qPCR) 几乎是现代分子生物学技术中Z重要、应用Z广泛的核酸定量检测技术。成功的定量 PCR 实验离不开精准的实验设计和操作流程。

实时荧光定量 PCR 分析的部分实施需要经过优化以确保所有反应参数均设置精确，从而获得准确的结果。虽然PCR实验操作简单，但有时仍避免不了各种各样的问题。下面整理了关于PCR实验中几个常见的问题来进行详细解答。

01 、没有ct值

检测结果遇到没有Ct值情况，排查是否有以下问题：

1)、循环数不够（一般不超过45循环，不仅背景值提高，定量也不准）；

2)、PCR程序设置错误，检测荧光信号的步骤有误。一般SG法采用72℃延伸时采集，TaqMan法则一般在退火结束时或延伸时采集信号，另外荧光采集是否选中；

3)、引物或探针降解。可通过PAGE电泳检测引物和探针是否降解；

4)、模板量可能降解或上样量不足（不超过500ng，根据试剂盒说明书即可），对未知浓度的样本应从系列稀释样本的Z高浓度做起；如果发生模板降解，应考虑样本准备中杂质的引入及反复冻融的情况，建议将模板样本小量分装储备，避免反复冻融；

5)、引物探针是否合适（尤其是引物跨越内含子，以确保扩增基因组DNA；上下游引物Tm值超过4℃以上也会影响扩增）。

02、标准曲线不佳

标准曲线线性关系不佳R2<0.9，很有可能是以下环节存在问题：

1)、标准品稀释或者加样误差，使得标准品不呈梯度；

2)、标准品出现降解。应避免标准品反复冻融，将高浓度DNA模板分装，保存于-20℃或-80℃，现配现用；

3)、引物或探针不佳。重新设计更好更稳定的引物或探针；

4)、模板中存在抑制物。模板浓度过高，根据现有商品化荧光定量试剂盒的要求，一般模板量以50—500ng为宜。

03、ct值过晚

在相对定量中，Ct值一般控制在15—25之间比较好，如果在绝对定量中，对低拷贝数的样品，Ct值会增大，但是一般不宜超过40循环，否则定量不准确。因此，判断Ct值出现过晚是否属于非正常情况，需要根据具体实验设计和目的进行。

1)、 扩增效率低。引物之间或者引物和探针的比例不合适，需要进行优化；引物或探针设计不合理，需要重新设计；

2)、PCR程序不合适，改用三步法进行反应，或者优化退火/延伸温度，可以适当降低退火温度；退火/延伸时间短（可以在推荐的时间条件下延长10s）；

3)、MgCl2 浓度不合适，增加镁离子浓度等。PCR各种反应成分的降解或加样量的不足；

4)、PCR产物太长。PCR产物设计超过500bp；

5)、模板中存在抑制物。用高纯度模板进行PCR检测或将模板进行稀释。

04、熔解曲线峰不特异

熔解曲线峰不特异很有可能是以下环节存在问题：

1)、引物设计不够优化。应避免引物二聚体和发夹结构的出现；引物浓度不佳，尤其是涉及二聚体存在时，适当降低引物浓度，并注意上下游引物的浓度比例；

2)、模板有基因组污染。RNA提取过程中避免基因组DNA的引入，或通过引物设计避免非特异性扩增。

3)、离子浓度不合适。适当降低镁离子浓度，或选择更适合的mix试剂盒，不同试剂盒在该方面的优化能力不适合，有些情况下可以通过更换试剂盒改善结果；

05、阴性对照扩增有信号

照扩增有信号排查各操作环节是否有不当，造成交叉污染：

1)、引物设计不够优化。应避免引物二聚体和发夹结构的出现。

2)、引物浓度不佳。适当降低引物浓度，并注意上下游引物的浓度配比。

3)、镁离子浓度过高。适当降低镁离子浓度，或选择更适合的mix试剂盒。

4)、模板有基因组的污染。RNA提取过程中避免基因组DNA的引入，或通过引物设计避免非特异性扩增。

5)、交叉污染。在所用的试剂中有交叉污染，或操作环境中有气溶胶造成污染，建议对操作环境进行处理，或者更换新的环境、加样器、枪头以及所有的引物、试剂等。

06、扩增曲线异常

遇到扩增曲线异常，比如“S”型曲线等等情况，有可能是以下环节存在问题：

1)、模板的浓度太高或者降解；

2)、荧光染料的降解；

3)、在操作荧光定量PCR时，带上新的一次性手套，盖上避免任何指纹或者字迹等；

4)、液体挥发。耗材气密性等问题引起液体蒸发，没有很好的聚集在管子里；

5)、气泡。操作问题如移液枪加样引起的气泡问题。

07、扩增效率低

该情况适用于针对所有的基因，特别是内参基因仍无法获得较好的扩增信号时，应考虑如下情况：

1)、反应试剂中部分成分比例是否Z佳，另外考虑荧光染料是否降解；

2)、反应条件不够优化。可适当降低退火温度或改为三步扩增法，适当延长变性退火时间；

3)、反应体系中有PCR反应抑制物。一般是加入模板时所引入的，应先把模板适度稀释，再加入反应体系，减少抑制物的影响。